活/死细胞染色试剂盒 (Calcein AM, EthD-I法)

使用方法

一、流式细胞检测 

1.取出试剂，恢复至室温。 

2.准备 2 uM Calcein AM 和 4 uM EthD-I 的染色工作液：取出 Calcein AM 和 EthD-I 原液，使其恢复室温。将 20 uL 2 mM EthD-I 和 5 uL 4 mM Calcein AM 与 10 mL PBS（货号：PR20023）或其他无血清缓冲液或培养基混合，涡旋混匀。上述工作液可直接用于细胞染色。 

3.用 1× PBS 充分清洗细胞 2-3 次。 

4.用 0.5 mL 染色工作液悬浮细胞，控制细胞密度为 1-5 × 10⁵/mL。 

注：我们推荐准备两管额外的样品，每管只加入一种染料（Calcein AM 和 EthD-I），用于流式单染的补偿调节。 

5.室温避光孵育 15-20 min。 

6.在 30 min 内，通过流式细胞仪检测细胞活性。Calcein AM 可以由 488 nm 激光激发，检测荧光发射光谱约在 530 nm 处，EthD-I 发射光谱约在 610 nm 处。 

注：细胞圈门时，注意排除细胞碎片，使用单染管调节补偿，双染管流式检测应获得两个相对独立的细胞群：显示绿色荧光的活细 胞群和红色荧光的死细胞群。 

二、荧光显微镜检测 

1.准备 2 uM Calcein AM 和 4 uM EthD-I 的染色工作液：取出 Calcein AM 和 EthD-I 原液，使其恢复室温。将 20 uL 2 mM EthD-I 和 5 uL 4 mM Calcein AM 与 10 mL PBS 或其他无血清缓冲液或培养基混合，涡旋混匀。上述工作液可直接用于细胞染色。 

注：Calcein AM 的水溶液易水解，应当天用完。Calcein AM 和 EthD-I 的浓度选择依据所用细胞类型不同而有所区别，推荐浓度范围为 0.1-10 uM。 

2.准备细胞并开展实验。 

3.对于贴壁细胞，可直接进行染色。对于悬浮细胞，离心收集细胞染色。 

4.用 1 × PBS 充分清洗细胞 2-3 次，以充分去除残留的酯酶活性。 

5.吸弃 PBS 溶液，对于贴壁细胞，加入足够量的 Calcein AM/EthD-I 染色工作液。对于悬浮细胞，加入适量的染色工作液，使细胞密度控制在 1-5× 10⁵/mL。 

6.室温避光孵育 15-20 min (如果工作液浓度较高或者孵育温度较高，应适当的减少孵育时间)。 

7.荧光显微镜下观察标记的细胞。